NBT|单分子定位超分辨率成像新技术：LPAINT

撰文 | 十一月

责编 | Qi

超分辨率显微镜逐渐成为生物学研究中有力的工具，但是获取大量不同目标样品的多路图像仍然具有挑战性。在这种情况下，DNA-PAINT技术 （DNA point accumulation in nanoscale topography） 1 应运而生。DNA-PAINT技术是指通过短荧光标记的寡核苷酸用于纳米级定位成像的点积累短暂结合，可以在固定细胞内实现简单且易于实现的多路3D超分辨率成像并可以在体外实现纳米级别的空间分辨率 1 。但是DNA-PAINT技术存在一定的技术性限制，由于细胞核内的靶标与探针的DNA-DNA的杂交会造成信号背景较高。

近日，来自德国柏林自由大学H. Ewers?研究组在 Nature Biotechnology 杂志上发表了一篇题为 “Left-handed DNA-PAINT for improved super-resolution imaging in the nucleus” 的文章，建立了新颖的左手螺旋DNA-PAINT技术 （L-DNA-PAINT） ，对先前的DNA-PAINT技术进行了进一步的优化，大大提高了该技术的分辨率以及超分辨成像中的多路复用能力。

超分辨率显微镜技术提高了人们对于细胞内结构细微之处的认识。 单分子定位超分辨率显微镜 （Single-molecule localization super-resolution microscopy， SMLM ） 通过每次几个分子的连续成像来实现对单分子纳米级分辨率的记录 2, 3 。DNA-PAINT技术是通过DNA杂交进行的，使用明亮的、光稳定的有机染料来获得最大的单分子定位分辨率。然而，任何的DNA分子在统计的平均值来说有22000个互补结合位点，这可能会导致DNA-PAINT技术的假阳性的出现。此外，转录组中也会出现不必要的DNA-RNA杂交。为了克服这一问题，作者们使用了左手螺旋的L-DNA来优化DNA-PAINT技术。L-DNA的物理化学性质与R-DNA基本相同，但是L-DNA在自然情况下不存在且不会与R-DNA之间杂交 3, 4 （图1a-b） 。

首先，作者们对L-DNA-PAINT技术的表现进行了检验。作者们将HeLa细胞中的微管结构作为检验的平台，实验发现无论是R-DNA-PAINT还是L-DNA-PAINT技术都能够精准地表现出微管的中空结构 （图1c） ，并且两者的分析分辨率均能够达到33-39nm左右。因此，作者们认为L-DNA-PAINT技术与R-DNA-PAINT技术在分辨率方面表现相似。

进一步地，作者们对两种技术对基因组DNA的杂交潜力进行检测。作者们发现，与R-DNA-PAINT技术相比，L-DNA-PAINT中细胞核中的定位降低到细胞质中的背景水平。另外，作者们对两种技术的假阳性情况进行了检测。通过BrdU （非天然核苷酸） 整合到DNA复制位点的实验，作者们发现L-DNA-PAINT实验中可以对特定的复制中心进行精准标记。

DNA-PAINT技术一个重要的亮点是可以对多个目标位点进行可视化研究。 通过使用不同的L-DNA成像结合子 （Imager-binder pairs） 对PCNA以及Ki67进行染色，作者们发现两种分子都可以被染色，并且与先前报道的在细胞核内的定位类似 5 。

总的来说，作者们所建立的优化版L-DNA-PAINT技术具有与传统R-DNA-PAINT相同的特异性、分辨率以及多路复用的能力，但R-DNA-PAINT技术相比具有更低的假阳性率以及更低的背景。未来，L-DNA-PAINT技术作为单分子定位超分辨率显微镜技术的重要实验方法能够更加精细地在纳米级别分辨率上可视化以及定量化DNA相关的分子，为进一步地对细胞内的结构进行解析提供了“更优解”。

原文链接https://doi.org/10.1038/s41587-020-00753-y

制版人：琪酱

参考文献

1. Jungmann,R. et al. Multiplexed 3D cellular super-resolution imaging with DNA-PAINT andExchange-PAINT. Nature methods 11, 313-318, doi:10.1038/nmeth.2835 (2014).

2. Rust, M. J., Bates, M.& Zhuang, X. Sub-diffraction-limit imaging by stochastic opticalreconstruction microscopy (STORM). Nature methods 3, 793-795,doi:10.1038/nmeth929 (2006).

3. Betzig, E. et al.Imaging intracellular fluorescent proteins at nanometer resolution. Science (New York, N.Y.) 313, 1642-1645, doi:10.1126/science.1127344 (2006).

4. Hauser, N. C. et al.Utilising the left-helical conformation of L-DNA for analysing different markertypes on a single universal microarray platform. Nucleic acids research 34,5101-5111, doi:10.1093/nar/gkl671 (2006).

5. Chagin, V. O. et al. 4DVisualization of replication foci in mammalian cells corresponding toinpidual replicons. Nature communications 7, 11231, doi:10.1038/ncomms11231(2016).

在真菌中，许多机制能够引起核基因组变异，包括自然条件下及人工条件下的化学或者物理学诱变、转座子、环状和线状质粒的作用，以及染色体本身的多态性。

9.2.1.1 转座子（Transposon）

转位因子即转座子在原核及真核生物中都有被发现，可引起基因的自然改变，从而可能导致突变（Daboussi et al.，1994）。转座子导致的突变，可使植物病原菌的致病特异性及小种特异性发生变化（Daboussi et al.，1992；He et al.，1996）。转座子在多种生物体中普遍存在，例如植物、真菌、昆虫、原生生物、两栖动物、蠕虫及人类，这种普遍性可能意味着转座子在这些生物的共同祖先中早已存在（Kempken et al.，1996）。转座子具有两个显著特性。在基因组中，转座子能够从一个位置移动到另一个位置，并且具有多个拷贝（Boeke，1989）。

根据转座方式，可以将转座子分为两大类。第一类的转座以RNA为媒介物通过反转录进行，这类转座因子包含编码反转录酶结构域的序列（He et al.，1996）。第一类可进一步被细分为反转录转座子（Retrotransposon），具有长的末端重复序列LTRs（Long Terminal Repeats），以及类LINE（Long Interspersed Neclear Elements）反转录转座子，其反转录因子没有末端重复序列（Kinsey，1990）。第一类转座子的典型特征是基因组中的拷贝数较高（Farman et al.，1996；Kempken et al.，1996）。第二类转座子的转座通过DNA-DNA机制进行，可被细分为两组：具有反向末端重复序列（ITRs）的转座子和反向末端重复序列长度有变化的转座子。这类转座子在整合到目标序列之前可直接发生剪切（Daboussi et al.，1994）。在下列真菌中发现了第一类转座子，分别为黄枝孢霉（Cladosporium fulvum）（McHale et al.，1992），尖孢镰刀菌（Fusarium oxysporum）（Daboussi et al.，1994；Julien et al.，1992），稻瘟病菌（Magnaporthe grisea）（Dobinson et al.，1993；Hamer，et al.，1989），粗糙脉胞菌（Neurosporacrassa）（Kinsey et al.，1989），假丝酵母（Candida spp.）（Magee，1993），栗酒裂殖酵母（Schizosaccharomyces pombe）（Levin et al.，1990）和酿酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）（Boeke，1989）。在下列真菌中发现了第二类转座子，分别为黑曲霉（Aspergillus niger）（Glayzer et al.，1995），F.oxysporum（Daboussi et al.，1992；Daboussi et al.，1994；Langin et al.，1995），M.grisea（Kachroo et al.，1994）及膨大弯颈霉（Tolypocladium inflatum）（Kempken et al.，1996）。

植物病原真菌中转座子的存在可能对致病性造成影响。Hamer等（1989）在水稻致病菌M.grisea中发现了重复序列MGR，在水稻致病菌中，MGR的拷贝数在50以上，而在对其他单子叶植物有致病性的菌株中，其拷贝数一般不到10个（Hamer et al.，1989）。He等（1996）报道了刺盘孢菌（Colletotrichum gloeosporioides）的一个独特生物型，该型对豆科植物笔花豆（Stylosanthes）属一些种类的致病性具有品种特异性，该生物型含有一类转座子CgT1。在F.oxysporum中至少发现了6种不同的转座因子。通过比较这些转座因子在不同镰刀菌中的分布情况，发现种群结构与流行学特点之间存在相关性（Daboussi et al.，1992；Daboussi et al.，1994）。F.oxysporum在形态学和致病性方面高度可变，是一种可以侵染100多种植物的重要植物病原菌。F.oxysporum以多种特殊形式存在，根据对不同寄主植物的致病性分为专化型（Formae Speciales）和小种（Races），人们并不了解这种变异的分子生物学基础。由于该种尚未发现明确的有性阶段，这种变化的来源应主要是突变。转座子的行为可能导致突变的产生，从而使植物病原真菌的致病特异性和寄主特异性发生变化（McHale et al.，1992）。转座子可以影响基因的行为与表达，与之相对应的基因序列改变常以点突变的形式出现（Kachroo et al.，1994）。因此，转座元件可以导致自然界中的遗传变异现象，并且在很多植物病原体相关报道中，这种变异导致了病原体致病力和毒性在高水平上的多样性。F.spp.（Daboussi et al.，1994），M.spp.（Farman et al.，1996），C.spp.（He et al.，1996）和弯颈霉（Tolypocladium Spp.）（Kempken et al.，1996）的研究表明，水平转移是有可能的。Kinsey（1990）证明，Tad基因在脉孢菌间存在强迫性异核体间转移：强迫性异核体在包含和不包含Tad基因的株系间均可快速地将Tad基因整合到核子中。在Neurospora正常的异核体中，不会发生细胞核融合。但是，实验结果清晰地表明，Tad元件在细胞核之间发生了移位，但核融合并未出现。转座元件在植物致病真菌新病原体株系的进化上可能有重要的作用，这种作用通过插入惰性基因或者产生重组位点来实现。

根据出现在其他类似真菌中的频率来推测，转座子很可能存在于木霉中。Martinez等（2008）对T.reesei的全基因序列进行了分析。通过对转座子重复序列的检测，他们发现虽然这类转座子存在于木霉基因组中，但其中包含了大量的终止密码子。T.reesei中明显缺失具有活性的转座子，他们将原因解释为主动防御机制的存在，例如重复序列诱导的点突变，而导致大量转座子失活。这些大量失活的转座元件在已知基因组中的比例不到1%，属较低水平。Kubicek等（2011）采用“Piler”系统（de novo Repeat Finding Program，从头算法）检测深绿木霉（T.atroviride）和绿木霉（T.virens）的转座子序列，结果无法检测到重复元件。该结果与T.reesei的研究结果类似，但与大多数丝状真菌不同，木霉属（至少在T.atroniride，T.viride，T.reesei）基因组内，缺少DNA重复元件。他们采用Tandem Repeat Finder算法检测了木霉属的简单重复序列和小卫星序列，发现种间无异常的变异。他们进一步利用Repeat Masker和Repeat Protein Mask分析了真菌基因组中已知转座子的显著相似序列，在他们检测的大部分结果中，仅得到了碎片性的和高差异性的片段，这些片段被认为并非因短期的转座子活动而产生。故而他们得出结论，即在现代木霉属基因组中，没有明显的功能性转座子元件存在。在木霉属中，确实存在着早已退化的转座子克隆序列，证明木霉属偶尔会受到转座子侵入，但侵入后，转座子会很快丧失复制能力而且迅速地积聚突变。他们进一步证实，木霉属中转座子元件缺乏是由RIP突变（Repeat Induced Point Mutation）机制造成的，这是一种基因沉默机制，在三种木霉属的基因组序列中，均鉴定得到N.crassa所有RIP基因的同源序列。

9.2.1.2 质粒遗传

质粒在原核生物体内普遍存在，质粒的存在影响了宿主的适应能力和表现型。在真核生物中，质粒也已被发现，主要存在于丝状真菌（Filamentous）中，有时也存在于植物中（Arganoza et al.，1994；Griffiths et al.，1995），但是在动物中并没有发现天然的质粒。通常，大部分质粒存在于细胞质中（Samac et al.，1989），但是在一些酵母中，其细胞核（Futcher，1988）或线粒体（Schaffrath et al.，1996；Shepherd et al.，1987；Tommasino，1991）内也有质粒的存在。一种线性的非线粒体的质粒在赤星病菌（Alternaria alternata）中存在，但尚未有研究对其在细胞质之外的位置进行准确的定位（Shepherd，1992）。Fil-amentous真菌细胞质内的质粒有线性（1.1～9.2 kb）和环状（0.8～5.2 kb）两种形式，在细胞中可达到高拷贝数（Samac et al.，1989），因为它们在实验室株系中通常不会丢失，是非常稳定的细胞元件。细胞质质粒在寄主细胞正常的发育过程中并不是必需的，因为只有特定属中的少数株系可以利用它们（Griffiths et al.，1995）。这些质粒可能会编码DNA或RNA酶、反转录酶，抑或没有任何的密码翻译的作用（Arganoza et al.，1994；Chan et al.，1991）。

线性质粒，有时被称为插入子，通常具有可插入的重复末端位点，可能还包含5′共价蛋白编码位点。线性质粒可能分别编码与毒性和抗毒素聚合酶相关的DNA和RNA聚合酶（Kempken et al.，1992）。它们已在落叶松蕈（Agaricus spp.），Ascolobus spp.，长喙壳菌（Ceratocystis spp.），麦角病菌（Claviceps spp.），F.spp.（至少五个菌株中），全蚀病菌（Gaeumannomyces spp.），羊肚菌（Morchella spp.），柄孢霉（Podospora spp.），侧耳属（Pleurotus spp.）和脉胞菌（Neurospora spp.）（Arganoza et al.，1994；Samac et al.，1989）中被发现。线性质粒不会从质粒或细胞核基因组中自行演化出来（Schaffrath et al.，1996），而环状的细胞质质粒是可以从细胞质基因组中产生的。一些实验证据表明这些质粒包含了 GroupI 胞质内含子的序列元件（Collins et al.，1990；Nargang et al.，1984）。但是，在Neurospora中，环状的胞质质粒已被鉴定不含有可测的寄主胞质同源性基因组（Griffiths et al.，1990）。环状的胞质质粒在小斑病菌（Cochliobolus spp.），N.spp.和P.spp.中已经被发现（Arganoza et al.，1994；Samac et al.，1989）。

N.crassa中的胞质质粒可能是线型或环状。它们可编码提高老化率的DNA和RNA聚合酶（Court et al.，1991；Griffiths，1992）。N.crassa的胞质质粒已被分离并分为六类，分别为环状质粒Varkud，LaBelle，Fiji，VS和线性质粒 Kalilo和Maranhar（Arganoza et al.，1994）。Griffiths等（1990）检测了多株N.spp.的死亡质粒转运机制，并研究了异核转运对线粒体的作用，发现衰老质粒可被异核体在相同的株系间平行传递，因为异核体不能在间型脉孢菌（N.intermedia）和N.crasa的种间形成。如前所述，质粒在丝状真菌中可以自然发生，而且可能编码聚合酶、转录酶或不编码任何酶。然而，类线性质粒元件已在许多尖孢镰刀菌（F.Conglutinans）中被发现，其中有三个致病种被识别到含有这些元件（Kistler et al.，1986）。因此，质粒可能是决定宿主病原菌专一性的因素之一。

木霉属中，T.harzianum LTR-2基因组中被发现携带ORF-3家族蛋白基因的质粒。Myers等（1991）研究称，质粒存在于T.viride株系8/12的线粒体中（Myers et al.，1991）。Zsuzsanna等（2002）在哈茨木霉的线粒体全基因组中，检测到环状质粒pThr1，大小为2.6 kb。该质粒包含了一个长度为1818bp的ORF片段，其衍生氨基酸序列与脉孢菌的反转录酶和尖孢镰刀菌的线性转座质粒（Retroplasmids）具有相似性。并且在该氨基酸序列的7个同源保守区中，发现了RTs反转录酶特征序列（Zsuzsanna et al.，2002）。木霉遗传物质的无性转移可能通过瞬时融合产生，Griffiths等（1990）推测，一个强烈的不兼容性反应发生在瞬时融合之后，这个反应抑制了木霉异核体的繁衍。但是，在种间瞬时融合的过程中，质粒DNA能够在可预见的反应中存活下来（Giffiths et al.，1990）。经鉴定，异核体中的两种质粒共存于同一个多核菌丝体中。异核体分生孢子个体中也包含了两种质粒，表明两种质粒间有共遗传特性，它们间有兼容性且都可以单独或共生于核基因型中。据研究观察，当两个质粒同时存在时无附加致死效应。在两物种中发生的异核传递说明了质粒在自然种群中的潜在传播模式（Debets et al.，1994）。

9.2.1.3 染色体多态性

由于尺寸过小，真菌染色体的数量和大小已经很难在显微镜下确定（Zolan，1995）。脉冲凝胶电泳的发展已经允许快速地确定真菌内染色体的排列。在许多真菌中包括木霉属，同物种的不同株系间的核型在数量、大小和基因位置方面有显著的不同。这种核基因排列的变化无疑造成了真菌的变异性。

最显著的例子也许是白色念珠菌（Moniliaalbican）的染色体多态性。Rustchenko-Bul-gac等（1990）收集了天然的具有不同形态的来自一个株系的菌株，对其14个克隆子进行了正交场交替凝胶电泳（OFAGE）和横向交变磁场凝胶电泳（TAFE），共从原始菌株获得了11个染色体大小的条带，但没有一个突变体拥有相同的核型。被观测到的几种变化，包括一些株系丧失了一些条带而获得了另外的条带，也包括一些株系有重复多次出现而没有损失相应的同源基因的复制子，更有其中一个株系的每个单核细胞中包含约两倍于其母系或任何其他株系的DNA水平。可以认为，这种频繁发生的染色体重排提供了一种无性生物遗传变异手段（Rustchenko-Bulgac et al.，1990）。

一些针对木霉属菌株检测的研究已经证明，这些真菌含有大量染色体多态性（表9.1，表9.2）。Csaba等（1996）研究了T.atroviride，T.hamatum，T.harzianum和T.viride的单菌株。尽管染色体大小不同，所有菌株包含6个染色体；而且，株系间染色体中保守的几丁质酶基因的大小多少有些不同。

表9.1 不同研究中T.reesei菌株染色体条带的数量和大小

注：a表示M?ntyl?等（1992）通过CHEF技术分析获得的条带；b表示Herrera-Estrella等（1993）通过CHEF技术分析获得的条带；—表示染色体条带对应的大小和位置。

（Kubicek et al.，1998）

在其他对木霉属的研究中发现了更复杂的染色体多态性。M?ntyl?等（1992）检测了T.reesei株系和由之衍生的实验室突变体株系的染色体条带模式。染色体条带模式中菌株之间有显著不同，不同的数量和大小的染色体被发现（表9.1）。此外，分析位于染色体中的基因发现了大量的移位现象；例如，在同株系内，rDNA位于染色体的2.8Mb和4.2Mb（原始菌株QM6a），3.0（QM 9414），5.7（Rut C-30）和3.0（VTT-D-79125），而粘粒文库的一个标记基因（RC11）分别位于染色体的4.2Mb，6.3Mb，4.2Mb和7.0Mb。Gilly等（1991）也曾从事过对Rut C-30进行染色体分类的研究，并获得5个染色体条带，与M?ntyl?等（1992）获得的数量相同；然而，Gilly和Sands所估算这些染色体的大小要比M?ntyl?等（1992）的大。Herrera-Estrella等（1993）也对 M?ntyl?等（1992）所研究的T.reesei的其中一个株系进行过检测，两组研究结果显示在这种株系的染色体数量上是一致的（表9.1）。

表9.2 不同研究中T.harzianum和T.viride菌株染色体条带的数量、大小

注：A表示菌株 T.harzianum Group A；B表示 T.harzianum Group B；C 表示 T.harzianum ATCC 32173；D表示T.harzianum G108；E表示T.harzianum GH2；F表示T.harzianum IMI 206040；G表示T.harzianum IMI 206040；H表示T.harzianum T-95；I表示T.harzianum T-12；J表示T.harzianum 1295-22；K表示T.viride T-9。a表示Gomez等（1997）通过CHEF技术分析获得的条带；b表示Herrera-Estrella等（1993）通过CHEF技术分析获得的条带；c表示Hayes等（1993）和Harman等（1993）通过TAFE技术分析获得的条带。—表示染色体条带对应的大小位置，═表示两个大小接近的染色体条带。

（Kubicek et al.，1998）

Herrera-Estrella等（1993）也对一株T.harzianum和一株T.viride进行了染色体分类，发现这些菌株染色体的数量和大小参差不一（表9.2）。同样，Hayes等（1993）比较了T.harzianum的三株生防菌株，分别为：①一个营养缺陷型的突变菌株T95lys-，它经历了两轮突变，首先产生苯菌灵抗性表型（Ahmad et al.，1987），而后产生赖氨酸营养缺陷表型（Stasz et al.，1988b）；②菌株T12 his-，经历了突变产生组氨酸营养缺陷表型（Stasz et al.，1988b）；③菌株1295-22，为T95 lys-和T12 his-原养型原生质体融合的后代。这些菌株都具有大约5.7Mb的染色体条带，但菌株T95 lys-额外存在分别为5.7Mb，4.2Mb和2.2Mb大小的三个条带，T12 his额外有一条4.5Mb的条带，1295-22额外有一条5.7Mb的条带（表9.2）。有趣的是，对菌株1295-22基因组DNA的Southern杂交分析表明，无杂交会获得到最小的T95染色体，但杂交的T95基因组DNA拥有三种菌株所有的条带（Hayes et al.，1993）。这些数据表明，T95最小的染色体不在菌株T12 his-或1295-22中。这条染色体的“小身材”和在菌株T12 his-或1295-22中的无关紧要表明，它可能是一个“B”染色体。Gomez等（1997）比较了收集自世界各地，可以防控植物病原真菌的10株T.harzianum，通过研究发现这十个菌株表现出强烈的染色体多态性，其中包括6～9条染色体不等，同时具有不同大小染色体的菌株。不过，其中的两个菌株仍可因相似的染色体形成一组，而其他三个菌株形成另外一组（表9.2）。通过RFLP模式分析，结果仍是相关的，但这些模式与其他菌株不同。此外，他们还研究了染色体特征，发现个别基因位于尺寸差别巨大的染色体中。例如，在菌株检测中编码内切几丁质酶的基因在6.5～7.3Mb大小范围内的染色体中分别被观察到。

综上数据表明，木霉中导致实质性染色体重排的是突变，同时存在不同木霉菌株中的染色体排列的微小变化。

在所有研究中，得到的染色体数量应被视作一个底数，因为可能存在不止一个大片段DNA条带，由于大小过于接近而处在相同位置。Herrera-Estrella等（1993）和Gomez等（1997）都意识到这一问题，他们根据溴化乙啶染色浓度的不同标记成对染色体为特殊条带（表9.2）。毫无疑问，由于这种现象的存在，Hayes等（1993）的染色体数目可能被低估了。并且，对染色体大小的估算只能在特定的研究中作比较，不同研究中导致的结果很可能是不同的。并且，大尺寸染色体的尺寸标记很少，也不是非常准确。然而，毫无疑问的是，在木霉属和其他真菌属中确有大量染色体多态性。

显然，广大真菌不同菌株间的染色体排列存在实质性差异，这种差异尤其存在于主营无性繁殖的真菌中。一些学者提出了诱导性变异机制，Kistler等（1992）和Zolan（1995）对此作了综述。Kistler等（1992）的研究表明，基因转化可能导致染色体多态性。他们构建了一端具有端粒重复序列的线性质粒，将此质粒转化到N.haematococca中，使后者产生潮霉素B抗性。他们获得了稳定的转化菌株，其中被转化序列可以稳定地整合，但许多菌株的染色体条带模式被改变了。某些丢失了一个染色体大小的条带，替换了一条较小的条带，学者将这种现象总结为染色体DNA大片段（达到2Mb）被局部删除。其他的菌株丢掉一个染色体大小的条带后，取而代之的是一条较大的条带。由此推断，这种情况是在染色体断裂的结果后插入了其他染色体片段造成的。进一步，他们描述了一个转化株，其中包含野生菌株的所有染色体及额外的一条430kb的超数染色体。他们推测这个小条带是在质粒整合到染色体内部位点后发生的，损失的DNA在着丝粒远末端，来自于整合点和有丝分裂扯断处，使野生型和超数染色体得以维持（Kistler et al.，1992），尽管其可能不存在同一核子中。进一步，McCluskey等（1994）的报告表明，在大麦坚黑粉菌中，一个菌株异常形态获得自热休克。这个菌株的940 kb染色体被删除了50 kb。Zolan（1995）试图解释这个明显的矛盾，即菌株内染色体稳定性与菌株间时常被观察到的染色体多样性之间的矛盾。她提出，低水平的有丝分裂重排确实发生在野生菌株中。此外，当出现如饥饿胁迫的生物逆境，可能会放松对正常有丝分裂的控制，并且比实验室培养条件下更加速染色体的变化（Zolan，1995）。

总之，染色体多态性在真菌中是常见的，其中包括木霉属。染色体多样性可以被一系列因素诱导，包括突变，综合转化活动和环境胁迫如热休克甚至饥饿。在缺少减数分裂和有性重组的情况下，这种变异可以延续在无性繁殖菌株中。当然，无性重组也可以诱发染色体多态性，当足够的染色体结构变化发生时，有性重组或许不可能发生，而特定物种的基因隔离的、独立进化的群体可能产生（Geiser et al.，1994）。

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